МИНИСТЕРСТВО НАУКИ И ВЫСШЕГО ОБРАЗОВАНИЯ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ

Федеральное государственное автономное образовательное учреждение

высшего образования

«ТЮМЕНСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ»

 

ИНСТИТУТ БИОЛОГИИ

Кафедра экологии и генетики

 

РЕКОМЕНДОВАНО К ЗАЩИТЕ В ГЭК

Заведующий кафедрой д.б.н., профессор

                                 И. В. Пак

                                        2023 г.

 

 

ВЫПУСКНАЯ КВАЛИФИКАЦИОННАЯ РАБОТА

дипломная работа

 

ОСОБЕННОСТИ ПОЛИМОРФИЗМА МУЛЬТИЛОКУСНЫХ ДНК МАРКЕРОВ В ИНВАЗИВНЫХ ПОПУЛЯЦИЯХ РОТАНА ЮЖНОЙ СИБИРИ И СЕВЕРНОГО КАЗАХСТАНА

 

06.05.01 Биоинженерия и биоинформатика

 

Выполнил работу

студент 5 курса                                       очной формы обучения

 

 

Руководитель

д.б.н.,                                                       профессор

 

Рецензент

д.б.н., профессор кафедры зоологии и эволюционной

экологии животных                                

Тюменского государственного

университета

 

 

Тюмень 2023

 

РЕФЕРАТ

 

 

С. 59, табл. 11, рис. 3, библ. 59, прил. 6.

В работе рассматриваются особенности распространения инвазивных популяций ротана-головешки Perccottus glenii на территории Южной Сибири и Северного Казахстана. Проведен анализ генетического разнообразия популяций Perccottus glenii из озера Ипкуль, реки Тобол, озера Березовое и озера Плоское на основании ISSR-PCR с использованием четырех праймеров. Доля полиморфных локусов (Р) ротана составила 98,15 %, генетическое разнообразие по Нею (h) – 0,33. Генетическая дифференциация между популяциями оз. Ипкуль и р. Тобол (Тюменская область) слабо выражена (Gst = 0,073), поток генов между ними – значительный. Эти данные свидетельствуют о недавнем расхождении изученных группировок ротана или происхождении одной популяции от другой. Между популяциями оз. Березовое (Курганская область) и оз. Плоское (Казахстан) генетическая дифференциация высокая (Gst = 0,31), что может свидетельствовать о разных источниках инвазии ротана на юге Сибири и в Северном Казахстане.

Ключевые слова: Perccottus glenii, генетический полиморфизм, ротан- головешка, биологические инвазии, генетическая структура популяций.

 

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ................................................................................................................ 4

ВВЕДЕНИЕ................................................................................................................ 5

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ................................................................................................................ 7

• МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКИЕ МАРКЕРЫ И ПЕРСПЕКТИВЫ ИХ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ В ПОПУЛЯЦИОННЫХ ИССЛЕДОВАНИЯХ 7
• ПОНЯТИЕ БИОЛОГИЧЕСКИХ ИНВАЗИЙ И ИНВАЗИВНЫХ ВИДОВ. ВЛИЯНИЕ ИНВАЗИЙ НА БИОРАЗНООБРАЗИЕ 12
• ИНВАЗИВНЫЕ ВИДЫ ЖИВОТНЫХ СИБИРИ..................................................................................................... 15
• БИОЛОГИЯ РОТАНА PERCCOTTUS GLENII..................................................................................................... 19
• ГЕНЕТИЧЕСКИЙ ПОЛИМОРФИЗМ РОТАНА..................................................................................................... 23

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ................................................................................................................ 26

• МАТЕРИАЛ..................................................................................................... 26
• МЕТОДЫ ГЕНЕТИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЙ..................................................................................................... 28

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ................................................................................................................ 30

ВЫВОДЫ................................................................................................................ 40

БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК................................................................................................................ 41

ПРИЛОЖЕНИЯ 1-6................................................................................................................ 48

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ДНК – дезоксирибонуклеиновая кислота ПААГ – полиакриламидный гель

ПЦР – полимеразная цепная реакция

 

AFLP – amplified fragment length polymorphism ISSR – inter simple sequence repeat

PCR – polymerase chain reaction

 

RAPD – random amplification polymorphism DNA RFLP – restriction fragment length polymorphism SSR – simple sequence repeats

QTL – quantitative trait loci

 

ВВЕДЕНИЕ

Живые организмы перемещаются между странами и континентами практически с момента своего возникновения. Этому способствовали не только физиологические и поведенческие особенности, поиск новых источников пищи, но и хозяйственная деятельность человека. В XX веке в результате масштабного антропогенного воздействия появилось много чужеродных видов [Алимов, Богуцкая, с. 5]. Инвазивные виды распространяются за пределы своего естественного ареала обитания и могут стать угрозой биологическому разнообразию видам-аборигенам: конкуренция за питание, вытеснение с мест обитания, занос новых болезней и паразитов [Макарова, Соколова, с. 430]. Проникновение чужеродных видов часто приводит к “биологическому засорению”, существенному снижению биопродукции и в искусственных биосистемах (агроценозах, объектах аквакультуры, парках). Чужеродные виды часто вытесняют аборигенные, нарушая сложившуюся экосистему. Работы в этом направлении, безусловно, требуют особого внимания и поддержки, прежде всего потому, что последствия инвазий чужеродных видов, как правило, необратимы [Алимов, Богуцкая, с. 243-245].

Одним из таких чужеродных видов во многих водоемах на территории Западной Сибири является ротан-головешка. Уже в 80-х годах ротан был обнаружен в реках и озерах Тюменской, Свердловской и Челябинской областях [Корляков, Нохрин, с. 22]. Данный вид довольно успешно осваивает всё новые и новые естественные и техногенные водоемы, где формируют популяции с довольно высокой плотностью. Все это представляет экологическую опасность, так как ротан может выступать в таких водоемах трофическим конкурентом для аборигенных видов рыбы, уничтожать молодь. Также помимо аборигенных рыб могут пострадать и популяции водных беспозвоночных и земноводных.

Инвазивные виды в настоящее время являются одним из важнейших факторов изменения окружающей среды. Изучение генетического полиморфизма популяций инвазивных видов, в т. ч. и ротана-головешки,

 

способствует установлению исходного региона происхождения вида, реконструкции путей расселения, также можно проследить эволюционные изменения и механизм адаптации [Салменкова, с. 881]. Данные знания позволяют разработать меры противодействия с инвазией, предотвращая негативные последствия на генетическом и экологическом уровнях.

Для изучение генетического полиморфизма применяют мультилокусные ДНК-маркеры. В современных исследованиях часто используют ISSR-маркеры, которые являются достаточно удобными для установления генетического разнообразия [ДНК-маркеры…, с. 227]

Цель – описать генетическую изменчивость инвазивных популяций ротана Южной Сибири и Северного Казахстана.

Задачи:

1. Описать генетический полиморфизм P. glenii с использованием ISSR- маркеров;
2. Оценить уровень генетической изменчивости и дифференциации ротана из озёр Южной Сибири и Северного Казахстана;
3. Сравнить популяционно-генетические    параметры    ротана   из                   разных водоемов.

 

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1.      МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКИЕ МАРКЕРЫ И ПЕРСПЕКТИВЫ ИХ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ В ПОПУЛЯЦИОННЫХ ИССЛЕДОВАНИЯХ

 

Молекулярно-генетические маркеры (ДНК-маркеры) – короткие нуклеотидные последовательности генома, которые располагаются максимально близко к определенному гену или группе генов и используются для их обнаружения [ДНК-маркеры в растениеводстве, с. 221].

Маркеры     можно     поделить     на     две     группы:                  монолокусные    и мультилокусные. Монолокусные маркеры часто используют для составления молекулярных карт хромосом и геномов, для картирования генов и локусов количественных признаков (QTL), для филогенетических исследований. При помощи монолокусных                  маркеров             осуществляется   отбор селекционного материала, а при использовании SNP-маркеров возможна геномная селекция. Мультилокусные маркеры также используют для составления молекулярных карт хромосом и геномов, проводят картирование генов и QTL. Также возможна молекулярная паспортизация различных сортов или пород [Хлесткина, с. 1047].

ДНК-маркеры можно классифицировать по разным основаниям [DNA molecular…, p. 262; Хлесткина, с. 1045]:

1. по способу взаимодействия генов (кодоминантные и доминантные маркеры). Чаще всего к кодоминантные маркеры являются монолокусными, а доминантные – мультилокусными;
2. по методу основного анализа обнаружения: блот-гибридизация (RFLP), ПЦР (SSR, RAPD, ISSR, AFLP), ДНК-чипы;
3. по способу передачи наследственной информации (наследование отцовских или материнских органелл, двуродительское ядерное наследование или материнское ядерное наследование).

В настоящее время разработано довольно много ДНК-маркеров. При выборе метода работы необходимо учитывать некоторые факторы, которые позволят достичь хороших результатов. Такими факторами выступают цели поставленной работы, уровень генетической изменчивости, доступность праймеров или зондов, возможности технического оборудования и финансовое обеспечение [Amiteye, p. 2].

RFLP (Restriction Fragments Length Polymorphism – полиморфизм длины рестрикционных фрагментов) - метод, основанный на узнавании эндонуклеазами рестрикции определенных последовательностей ДНК [ДНК-маркеры…, с. 13]. Этот метод начал использоваться одним из первых для обнаружения изменчивости на уровне ДНК. Анализ состоят из нескольких этапов, который начинался с выделения геномной ДНК и последующей рестрикцией специфической эндонуклеазой. После следует электрофоретическое разделение образующихся фрагментов ДНК и разделение продуктов рестрикции. А также идентификация фрагментов ДНК, которые содержат полиморфные сайты рестрикции, путем блот-гибридизации по Саузерну.

Для упрощения RFLP-анализа его совместили с ПЦР, поэтому во многих работах исследователи начали указывать PCR-RFLP-маркеры. Преимущества метода: кодоминантное наследование (можно использовать для оценки гетерозиготности), не требуется информация о нуклеотидной последовательности, можно использовать для проведения филогенетического анализа и построения генетических карт сцепления. Недостатки метода заключаются в том, что требуется большое количество материала (ДНК), невозможно автоматизировать процесс, у некоторых видов низкий уровень полиморфизма, а также дороговизна [Сухарева, Кулуев, с. 72].

RAPD (Random Amplified Polymorphism DNA – случайно амплифицированная полиморфная ДНК) - группа маркеров, основанные на ПЦР с использованием праймеров со случайной последовательностью. Для подбора праймера информация о конкретной нуклеотидной последовательности генома не так важна. Праймер может обладать произвольной последовательностью, но должен соответствовать длине и соотношению GC-пар, которые примерно составляет 60% . Данный анализ можно использовать в качестве экспресс-метода для определения генетического полиморфизма.

RAPD-анализ заключается в амплификации выбранных фрагментов ДНК при помощи единичного праймера, имеющего низкую температуру отжига при ПЦР [Сулимова, с. 263-264]. Метод позволяет быстро определить вариабельность большого количество локусов по всему геному, не требуется предварительное клонирование и секвенирование выбранных фрагментов для подбора праймеров, возможность использования одних и тех же праймеров для исследования разных видов. Но трудности связаны с чувствительностью метода к изменениям условий реакции и характеристик амплификатора. Также в методиках прописана низкая температура отжига (30-37°С), что повышает вероятность образования ампликонов с большим количеством неспаренных оснований. Из-за возникающих ошибок отжига образуются тусклые полосы. С увеличением количества ошибок ухудшается амплификация RAPD-продуктов, и при изменении условий среды эти продукты сложнее воспроизводить [Сухарева, Кудуева, с. 74-75].

AFLP (Amplified Fragment Length Polymorphism – полиморфизм длины амплифицированных фрагментов) - метод, основанный на селективной амплификации продуктов рестрикции ДНК [Нигматуллина, Кулуев, Кулуев, с. 297]. Методика AFLP заключается в разрезании геномной ДНК двумя рестриктазами, с образованием 3`-концов, а после легируются с адаптером, которые содержат для данных сайтов рестрикций “липкие” концы. Проводят две последовательные ПЦР: первая ПЦР – преамплификация, в которой используются полностью комплементарные адаптерам праймеры; во второй ПЦР используются праймеры, которые содержат на 3`-конце от 1 до 3 дополнительные некомплементарные адаптерам основания.

Преимущества метода заключаются в возможности определить точечные мутации в сайте рестрикции или в участках отжига затравки, возможность использовать для картирования, генотипирования и таксономического анализа.

Недостатки метода основывают в доминантном типе наследовании, в относительной сложности и дороговизне метода по сравнению с RAPD и ISSR [Сухарева, Кулуев, с. 73-74]. К преимуществам можно отнести также то, что продукты анализы разделяются в ПААГ (полиакриламидный гель), который имеет более высокую разрешающую способность, чем агарозный гель. Работа в ПААГ позволяет выявить достаточно большое количество локусов, в том числе и полиморфные [Нигматуллина, Кулуев, Кулуев, с. 297].

SSR (Simple Sequence Repeats – простые повторяющиеся последовательности, микросателлиты) – маркеры, содержащие участки ДНК с короткими тандемными повторами длиной 2-6 нуклеотида [ДНК-маркеры в растениводстве, с. 225]. Такие повторы присутствуют как в ядерных, так и в геномах органелл всех высших организмов [Сухарева, Кулуева, с. 75]. Данные маркеры дают высокий уровень как межвидового полиморфизма, так и внутривидовой полиморфизм. Часто такое наблюдается если число тандемных повторов 10 или больше.

Микросателлиты возможно амплифицировать для идентификации аллелей при помощи ПЦР с праймерами, которые уникальны для одного локуса в геноме, и эта пара должна располагаться по обе стороны от повторяющихся частей. Получается, что одна пара праймеров будет давать продукты разного размеры для каждого микросателлита [Нигматуллина, Кулуев, Кулуев, с. 298].

Достоинствами метода является кодоминантность, высокий уровень полиморфизма, хорошая воспроизводимость результатов. Сложность метода заключается в том, что необходимо обладать информацией о нуклеотидной последовательности генома для подбора специфических праймеров [ДНК- маркеры в растениеводстве, с. 225].

ISSR (Inter Simple Sequence repeats – межмикросателлитные последовательности) – метод, основанный на клонировании последовательности, ограниченной двумя микросателлитными повторами в присутствие праймера, который комплементарен последовательности микросателлита и содержит также на одном из концов 2-4 произвольных нуклеотида - “якорь”. Эти праймеры позволяют копировать участки ДНК, которые располагаются между двух рядом стоящих микросателлитных последовательностей.

ISSR был разработан как альтернатива методу RAPD, где были включены еще и улучшения – выявленный полиморфизм будет более четко воспроизводим. ISSR-анализ используют для оценки генетического разнообразия, отсутствует необходимость амплифицировать и секвенировать фрагменты для подбора праймеров, не требуется информация о нуклеотидной последовательности. Благодаря этим качествам ISSR-маркеры удобны для генетического анализа и являются наиболее распространенными в современных исследованиях [ДНК- маркеры в растениеводстве, с. 227].

Использование отдельным методом или в комплексе с другими методами, молекулярно-генетических маркеров пользуются популярностью в изучении уровней взаимосвязей и структуры популяций рыб, а также для исследования уровней потока генов, адаптивной дифференциации, уровней разнообразия генов, межвидовых филогенетических связях и эффективного размера популяций [Genetic stock…, p. 3-4].

Молекулярно-генетические исследования рыб в производстве применяют с целью мониторинга воспроизводства и сохранения естественных популяций и аквакультур. Например, ДНК-маркеры используются при определения генотипов рыб, которые выпускаются в водоемы с целью пополнения численности рыб в уже существующих популяциях, пострадавших при антропогенной деятельности. Также ДНК-маркеры используются при разведении рыб в аквакультуре [Полиморфизм ДНК…, с. 54].

Для изучения популяций рыб можно использовать метод ISSR. Данный метод позволяет изучать внутривидовые и межвидовые генетические изменчивости, что дает возможность оценить расхождение особей внутри популяции, оценить структуру популяции и найти редкие аллели [Евдокимов, Малина, с. 153]. ISSR-анализ можно использовать также для изучения генетических особенностей молодых адвентивных популяций, что позволяет оценить уровень изменчивости в популяции на начальных этапах заселения инвазивными видами. Кроме того, молекулярно-генетический анализ дает информацию о источниках заноса инвазивного вида из естественного ареала [Адамова, Снегин, Украинский, с. 149, 158]. При интродукции нового вида в новые места часто снижается уровень генетического разнообразия внутри популяции, но через некоторые время генетическое разнообразие восстанавливается. Поэтому, изучая уровень генетического разнообразия внутри инвазивной популяции, можно предсказать дальнейшее распространение инвазии [Genetic diversity…, p. 3].

 

1.2.      ПОНЯТИЕ БИОЛОГИЧЕСКИХ ИНВАЗИЙ И ИНВАЗИВНЫХ ВИДОВ. ВЛИЯНИЕ ИНВАЗИЙ НА БИОРАЗНООБРАЗИЕ

Биологические инвазии – вторжение чужеродных видов (видов-вселенцев) в экосистемы, находящиеся за пределами их естественных ареалов, обычно происходят в силу трех основных причин: саморасселения организмов, связанных с флюктуациями их численности и климатическими изменениями; преднамеренной интродукции человеком важных в хозяйственном отношении («полезных») организмов (растений, рыб, птиц, млекопитающих); случайных заносов с балластными водами и обрастаниями судов, с сельскохозяйственной продукцией, с «полезными» интрадуцентами, багажом, и т.п. [Антропогенное загрязнение биоты…, с. 40-52]

К инвазиям биологических видов в широком смысле относят миграцию в результате [Алимов, Богуцкая, c. 17-18]: естественное расширение ареала, миграция, связанная с флюктуациями численности и климатическими изменениями окружающей среды, антропогенное воздействие на абиотические факторы, которые влекут за собой изменения границ ареала, преднамеренное переселение (интродукция) «полезных» видов, случайное переселение видов при помощи балластных вод, импорта сельскохозяйственной продукции и т.д. Инвазии чужеродных видов приводят к гомогенизации биоты в результате чего меняется как таксономическое (набор видов), так экологическое (набор жизненных форм, сообществ и экосистем) разнообразие многих регионов Земли. На локальном уровне происходит трансформация, а в отдельных случаях и деградация экосистем. Последнее связано с потерей экосистемами их устойчивости к любым воздействиям, включая естественные.

Занос чужеродных видов и их распространение могут вызвать необратимые экологические катастрофы, причинить серьезный ущерб здоровью населения. Соответственно, проблема инвазий становится важнейшей в плане обеспечения экологической безопасности страны [Антропогенное загрязнение биоты…, с. 40-52].

Ущерб наносится не только с биологической, но и с экономической точки. Подсчитано, что в результате инвазии заносных видов США теряют 137 млрд, Индия – 117 млрд, а Бразилия – 50 млрд долларов. Урон, наносимый биологическими инвазиями только со стороны 79 наиболее злостных инвазионных видов, в США оценивается в 97 млрд долларов [Economic and environmental threats…, p. 1-20].

Вид становится «инвазивным», когда он очень быстро побеждает местную флору или фауну в борьбе за ресурсы (пищу, свет, территорию). Точный порог, когда вид считается инвазивным, все еще обсуждается, но между терминами

«интродуцированный» и «инвазивный» можно провести четкие различия. Первое относится к любому организму, который был введен в чужеродную среду обитания, но в ней практически не в состоянии прижиться. Вид может вымереть или присутствовать настолько незначительно, что его эффект едва ощущается. Инвазивный вид может считаться или не считаться инвазивным в том числе и в местах обитания [Антропогенное загрязнение биоты…, с. 40-52].

Перед тем как новый вид интегрирует в некий исходный биоценоз, этот биоценз преодолевает целый ряд изменений, что делает его восприимчивым к появлению новых видов. Эти изменения связаны с особенностью системы- реципиента. Особенности делят на две группы: особенности общего свойства и конкретные особенности. К первой группе относятся нарушения экосистемы связанных с естественными или антропогенными причинами. После таких нарушений биоценоз становится подвержен появлению инвазивных видов. Примером могут служить агроценозы, водохранилища, эстуарии рек. Также успех внедрения в биоценоз инвазивного вида зависит от наличия «свободных» ниш, в сообществах с обедненным видовым соотношением. Послужить внедрению чужеродных видов может и изменение биотических связей между двумя и более представителями различных трофических уровней. Вторая группа

• конкретные особенности – многообразна. Например, к этой группе могут относиться палеоинвазии [Алимов, Богуцкая, c. 40].

Инвазивные виды легко преодолевают возникающие трудности и быстро захватывают территорию. Захват территории может занимать от нескольких дней до нескольких недель или месяцев в зависимости от внешних факторов, а также от частоты заселения на новой территории. Например, кролики способны воспроизводить потомство до 50 раз в год и способны использовать широкий спектр ресурсов. Этот вид более вероятен как инвазивный по сравнению с африканским слоном. Генетика играет большую и важную роль в определении того, может ли организм стать инвазивным или нет.

Инвазивные хищники, такие как дикие кошки, крысы, мангусты, свиньи и другие, чрезвычайно опасны на интродуцированных землях, где жертва никогда не сталкивалась с такими существами и не адаптировала против них защиту, что приводит к быстрому вымиранию. Инвазивные хищники-млекопитающие ответственны за колоссальные 58% исчезновений птиц, млекопитающих и рептилий во всем мире [Invasive predators and…, p. 11261-11265].

Также инвазивные виды могут распространять паразитов и различные патогенные микроорганизмы, которые ранее не встречались на данной территорию [Alyamkin, Zhigileva, Zhokhov, p. 129].

Инвазивные растения не менее опасны для выживания видов, так как узурпируют воду и питательные вещества почвы. Водяной гиацинт широко известен во многих системах ручьев по всему миру. Это растение быстро расширяется и покрывает целые ручьи, отрезая воздух и солнечный свет, высасывая кислород и убивая другие организмы в воде. Обычному человеку намного труднее заметить инвазивные растения, хотя на самом деле их легче распространить и сложнее искоренить. Область, адаптированная для коротких кустарников и невысоких растений, может быть поражена очень высоким инвазивным деревом, которое отрезает солнечный свет, тепло и дождь от попадания на почву. Это может повлиять на все растения, которые падают под его навес, а также на рептилий, которым нужен солнечный свет, чтобы согреться. Кроме того, дерево может стать источником насекомых, которых в данной местности никогда не было и которые могут быть вредителями растений других ярусов.

Вторжение чужеродных видов в естественную среду обитания аборигенных видов стала проблемой, которая начала развиваться с XX века. В настоящее время по всему миру насчитывается около 14000 инвазивных видов растений [Artemov, Zykova, p. 73].

Подводя итог инвазивным видам можно сказать, что они оказывают негативное влияние на эндемическую фауну, и в некоторых случаях флору. Со стороны чужеродных видов к аборигенным видам прослеживается хищничество, пищевая и пространственная конкуренция, модификация пищевых цепей. Также со стороны чужеродных видов идет распространение паразитов и возможны случаи гибридизации [First insights…, p. 88].

 

1.3.      ИНВАЗИВНЫЕ ВИДЫ ЖИВОТНЫХ СИБИРИ

 

Инвазионная экология становится одним из самых востребованных в мире направлений, а Сибирь — интересным для исследований полигоном, где появляются новые виды, не свойственные ранее этому региону. На территории Сибири всё чаще появляются новые инвазивные организмы. В подавляющем большинстве случаев их выявляют по уже нанесенным повреждениям с большим опозданием, когда новый вселенец уже не только прошёл первичный этап акклиматизации в новых для него местах обитания, но и сумел нанести заметные повреждения. Такое запаздывание приводит к тому, что тогда, когда уже требуется проведение неотложных мер защиты от нового опасного организма, не только отсутствуют разрешенные к применению препараты, но и основные черты биологии инвайдера в формирующемся инвазионном ареале, остаются неизвестными. Из-за этого новый вселенец иногда наносит катастрофический ущерб прежде, чем меры защиты от него будут разработаны. Ярким примером такой ситуации является инвазия самшитовой огневки, которая в очень короткий срок уничтожила самшитовые древостои в России, а меры защиты от нее так и не были своевременно разработаны.

На территории Сибири, в Томской и Кемеровской областях, появился союзный (многоходый) короед. Изначально ареалом этого вида являются горные районы Европы, Альпы и Карпаты, однако под воздействием глобальных изменений климата он продвинулся на север, в Скандинавские страны, затем мигрировал и в Россию, заселив западные и северо-западные регионы нашей страны — от Брянской области до Кольского полуострова [В сибирские леса прибыл…].

Широко распространенный вид жуков-носорогов зоны широколиственных лесов и лесостепи Европы с начала XX века начал распространяться и по территории Западной Сибири. Инвазивные особи отличаются более мелкими размерами со слабо развитыми вторичными половыми признаками, а именно рог у самцов либо не выражен, либо слабо развит. Граница расселения ареала Западносибирских жуков-носорогов отмечена на территории ХМАО – Югры. Жуки способны развиваться в местах скопления непромерзающей органики: в кучах компоста, навоза и слежавшихся листьях. Эта особенность помогла виду расширить свой ареал ближе к северу [Емцев, Берников, Аколян, с. 474].

В Западной Сибири одним из чужеродных видов брюхоногих моллюсков является обыкновенная, или речная, живородка Viviparus viviparus (L., 1758), вселившаяся в конце 1990-х гг. в Новосибирское водохранилище [Селезнёва, с. 12-15]. За два десятилетия она заселила практически всё водохранилище, за исключением самого верхнего плёса. Относительная изолированность Обского бассейна, отсутствие общих судоходных каналов с бассейнами других рек, неразвитость межбассейнового транспортного сообщения, а также задокументированные наблюдения за особенностями расселения живородки в Новосибирском вдхр., осуществляемые с 2002 г., позволяют говорить об однократном попадании небольшого числа особей в данный водоём. Значительная площадь распространения этого вида в настоящее время, а также существенные различия условий формирования зооценозов на многих участках делают Новосибирское вдхр. удобным модельным объектом для оценки влияния некоторых экологических факторов на формирование раковин моллюсков [Кузменкин, Яныгина, с. 63-73].

Европейская норка Mustela lutreola (Linnaeus, 1761) очень редко рассматривается как чужеродный вид, но в экосистемах Зауралья и Западной Сибири до 2-й половины XIX в. этот вид не регистрировали. Вид на территории Западной Сибири не встречался, его упоминаний в трудах исследователей до того времени нет. Расселение европейской норки с территории европейской части России за Уральский хребет началось в 1870-х гг.: «…Европейская норка встречалась … в значительном количестве только в горных речках Южного Урала. …Более всего её по речкам западного склона…, на восточном склоне она встречается только в самом Урале и верховьях Течи и Синары, а далее на восток в реках и многочисленных озёрах Шадринского уезда её нет вовсе» [Сабанеев, 1988, с. 412]. До середины ХХ в. европейская норка была обычна на территории многих европейских государств, заселяла большую часть территории европейской части бывшего СССР, кроме тундры и калмыцких степей. К началу XXI в. европейская норка полностью исчезла на территории большинства европейских государств, общая численность в сохранившихся популяциях на территории Франции, Испании и Румынии не превышает 3.5 тыс. особей, а в России занимаемая ею площадь и численность катастрофически уменьшились.

Ротан Perccottus glehni является небольшим представителем отряда окунеобразных. Попадая в новый водоем, он маскируется под окружающую среду, за счет чего достигается высокий полиморфизм вида. Быстро приспосабливается к новым условиям, легко заселяет заводи, озера, ручьи, болота [Скрябин, с. 24-28]. Обладает высокой выносливостью, способен зимовать в ледяной каше. Неприхотлив к чистоте воды и содержанию кислорода, суровые зимы переживает, зарываясь в ил. Благодаря липкой икре переселяется в новые водоемы при помощи перелетных птиц [Дмитриев, с. 26-27].

Вид отличается высокой прожорливостью и диапазоном питания – способен поедать дафний и рыб, размер которых на треть длины меньше его собственных размеров. Широкая мощная пасть с выдвигающейся вперед челюстью позволяет без проблем заглатывать рыбу диаметром с его собственное тело. Заглатывает добычу постепенно. Заселяясь в новый водоем, быстро размножается, достигая высокой плотности популяции, уничтожая молодь и кладки икры других видов [Решетников, с. 388-390]. Имеются случаи каннибализма [Дмитриев, с. 26-27].

Считается, что ротан-головешка в Западной Сибири был интродуцирован случайно из водоемов Восточно-Европейской равнины. Примерно в 1877 г. ротан-головешка появился в Европейской части России. Буквально за 100 лет он освоил большинство водоемов бассейнов Балтийского, Белого, Каспийского и Черного моря [Сусляев, Решетникова, Интересова, с. 78]. Из Обского бассейна продолжалось его распространение на восток. В 1980-х годах ротан встречался уже с Свердловской, Челябинской и Тюменской областях, а в конце 1990-х годов уже стали обнаруживать его в Новосибирской, Томской, Кемеровской областях и Алтайском крае [Корляков, Нохрин, с. 22, 25].

За последние несколько десятилетия широко распространился в водоемах Обь-Иртышского бассейна и стал здесь инвазивным видом, также часто можно встретить в неглубоких водоемах Тюменской области. Из-за того, что данный вид рыб является всеядным с высокими темпами воспроизводства, он с легкостью подрывает популяции местных видов рыб: выедает кормовую базу, съедает молодь местных рыб [Левых, Усольцева, Цаликова, с. 101]. Территория Тюменской области имеют некоторые особенности, которые являются благоприятными для расселения инвазивный видов, в т.ч. ротана. К таким особенностям относятся: густая гидрографическая сеть, большая территория заболоченной местности, большое количество заморных озер.

Первые два пункта создают отличные миграционные пути для расселения в другие водоемы. А третий пункт обладает всеми свойствами для отличного проживания, пропитания и размножения [Распространение, биология и промысел…, с. 132].

Как и другие инвазивные виды ротан распространяет и паразитов, не характерных для данной территории. Nippotaenia mogurndae является паразитом ротана и с 2004 г. этот паразит встречается в тех же водоемах Европы где обитает хозяин. А с 2011 г. года цестоды обнаруживаются уже в водоемах Свердловской и Тюменской области и в 2013 г. в водоемах Новосибирской области [Alyamkin, Zhigileva, Zhokhov, p. 180]

• БИОЛОГИЯ РОТАНА PERCCOTTUS GLENII

Ротан (Perccottus glehni) – рыба из отряда окунеобразных. Второе название

• «головешка» – ротан, видимо, получил за внешность самца в период нереста. В это время тело рыбки становится почти черным, как будто обугленным [Спановская, Савваитова, Потапов с. 633-634], голова в верхней части раздувается, а по бокам и на хвостовом и анальном плавниках «сияют», напоминая маленькие огоньки, яркие голубовато-зеленые пятнышки [Кириленко, Шемонаев, с. 208-209].

Систематическая классификация следующая: Тип: Хордовые Chordata

Класс: Лучеперые рыбы Actinopterygii Отряд: Окунеобразные Perciformes Подотряд: Бычковидные Gobioidei Семейство: Головешковые Odontobutidae Род: Головешки Perccottus (Dybowski, 1877)

Вид: Ротан Perccottus glenii (Dybowski, 1877).

В некоторых источниках ротан P. glenii упоминается старым названием – амурский ротан [First insight…, p.88]. Для представителей подотряда Бычковидных характерно: спинной плавник, который содержит до 8 колючих лучей и некоторые виды рыб имеют присоску, которая образуется в результате срастания брюшных плавников [Чемагин, с. 2657].

 

 

Рис. 1. Ротан-головешка (Perccottus glenii Dybowski, 1877) [по: Решетников, с. 79].

 

Естественный ареал распространения – Дальний Восток, бассейн р. Амур, а также Северо-Восточный Китай и север Северной Кореи [Корзун, с. 86-88]. В европейскую часть России был завезен случайно в начале двадцатого столетия, где быстро распространился. Населяет в естественном ареале слабопроточные или стоячие водоемы (озера, озерца и даже болота) с густой водной растительностью [Поляков, Бузмаков, с. 78].

Особи небольших размеров, средняя длина обычно составляет 8-10 см, однако отдельные особи могут достигать в длину 28 см. Окраска тела темно- бурая, в период нереста у самцов – почти черная. Средняя масса самцов колеблется в пределах 20-70 г, самок – 30-60 г [Лесковская, Красноперова, с. 141]. Тело бычковидной формы, спереди вальковатое, сзади сжатое. Брюшные плавники без диска. На голове имеется три ряда подглазичных невромастов. Рот широкий, нижняя челюсть выдвигается вперед, верхняя доходит до заднего края глаза. Спина покрыта циклоидной чешуей, на боках – ктеноидная. Предкрышка без шипа [Атлас пресноводных…, с. 79]. Половой диморфизм проявляется в количестве лучей плавников и их размерах. У самцов лучей больше в анальном и грудном плавниках, больше высота спинных плавников, ширина основания и высота грудного плавника, высота анального плавника. У самок больше лучей в анальном плавнике и больше высота брюшного плавника [Семенов, с. 88-93].

Поперечных рядов чешуй 36-43. Жаберных тычинок 11-13. Рот у ротана большой и весь усаженный острыми зубами: зубы имеются и на нижнечелюстных и предчелюстных, и на нижних и верхних глоточных костях, и на верхних элементах двух последних жаберных дуг. По мере роста рыбки увеличивается относительный размер ее головы, удлиняются челюсти, и это облегчает захват крупной добычи [Глуховцев, Дукравец, с. 86-88]. Способность захвата крупной добычи заключается в строение ротовой щели. При открывании она способна увеличиваться в латеральном направлении [Кириленко, Шимонаев, Попов, с. 158].

Вид демонстрирует крайнюю неприхотливость к условиям обитания [Литвинов, с. 129-130]. Может встречаться в озерах, малых реках, ручьях и даже дождевых лужах. Способен выживать при полном замерзании водоема. Неприхотлив к чистоте воды и содержанию в ней кислорода. Неприхотлив и к температурному диапазону – способен выживать в условиях от +1 до +37°С. Ротаны-головешки удивительно устойчивы и к различным загрязнениям, в том числе, хлорной известью и аммиаком [Зотова, с. 13-16].

Зимой ротан впадает с состояние анабиоза. Данный вид концентрируется в полостях льда, заполненных воздухом. Полости находятся примерно на 30 – 60 см ниже верхней поверхности льда и образуют полусферы диаметром 0,2 – 2 м. В такой сфере температура поддерживается в среднем 0 – 10˚С. Если достать ротана из полости на поверхность, то они могут начать шевелиться., а если поместить в воду, то они начнут активно плавать. При нормальных условиях, ротан-головешка из состояния анабиоза выходит в конце апреля [Чемагин, с. 2657].

Половая зрелость наступает на 2-3 году жизни. Нерестится в течение лета, порционно, при температуре воды +17°С и выше. Нерест приходится в условиях ареала на май-июнь [Обухович, Лебедев, с. 24-26]. Брачные игры продолжительны и длятся несколько дней. Икра клейкая, удлиненная формы, в одной кладке может быть от 300 до 1000 икринок. Инкубация весьма короткая и составляет 10-12 дней [Поляков, Бузмаков, с. 79]. Порционный вымет икры обеспечивается высокой асинхронностью развития ооцитов [Особенности оогенеза…, с. 135].

Присутствует своего рода забота о потомстве – самец охраняет кладку, обмахивая плавниками и увеличивая приток кислорода с движением воды. После выклева личинок забота о потомстве прекращается, кроме того, высок риск каннибализма. Продолжительность жизни составляет до 8 лет, но средний возраст особей в популяции обычно составляет 3-4 года [Рубанова, Евланов, с. 533-535].

Всеяден. В течение летнего периода приурочен к зарослям высших водных растений. В зависимости от водоема в питании может преобладать как зообентос, так и зоофитос. Состав кормов ротана меняется в зависимости от возраста. Молодь питается планктонными рачками, личинками водных насекомых. Взрослые рыбы переходят на питание рыбой [Зотова, с. 13-16]. Так как данный ротан-головешка является инвазивным видом, то изучение трофических связей очень важно в понимание воздействия вида на аборигенные сообщества водоемов. Больше всего в рационе питания ротана составляет молодь рыб таких как карась, верховка и др. Но также встречаются случаи употребления в пищу представителей молоди своего вида. Подходящий размер молоди варьируется в диапазоне 19 – 50 мм.

Также в рационе питания встречаются и насекомые. Это могут быть различные личинки водных или амфибиотических видов, а также имаго насекомых. Предпочтения отдаются следующим представителям: чешуекрылые (из семейств: огнёвки, короткохвостые мотыльки), стрекозы (из семейств: настоящие стрекозы, бабки, коромысла, стрелки), клопы (из семейств: водомерки, плавты, гребляки, плеиды, водные скорпионы, гладыши), жуки (из семейств: водолюбы, плавунчики, плоскотелки, плавунцы, жужелицы, трясинники, листоеды, куркулионоидные), двукрылые (мокрецы, комары- звонцы, комары, комары толстохоботные, комары-долгоножки, львинки,журчалки, слепни), поденки (из семейств: баэтиды, грязевые подёнки, длиннолапые подёнки), ручейники.

Меньше всего встречается в рационе питания моллюсков. В основном это представители брюхоногих моллюсков. Могут встречаться некоторые представители из отрядов пауки, циклопы, равноногие [Кириленко, Шимонаев, Попов, с. 158]

 

1.5.      ГЕНЕТИЧЕСКИЙ ПОЛИМОРФИЗМ РОТАНА

В   настоящее   время   генетическое   разнообразие,   а   также                структуры популяций P. glenii являются малоизученными аспектами [First insight…, p. 89]. Изучение генетического полиморфизма ротана, как и любого другого инвазивного вида, необходимо для того, чтобы определить уровень генетической изменчивости             внутри популяции,                установить   точное      происхождение     и последующие пути                 инвазии.      Изучение   всего  этого           нужно для                  создания экологического контроля над видом, для планирования и создания определенных

карантинных условий [The genetic variability…, p. 12].

Согласно исследованиям О.Н. Жигилевой и А.А. Куликовой, у ротана наблюдается высокий уровень генетический изменчивости по нейтральным ДНК-маркерам. Показатели генетического разнообразия и доля полиморфных ISSR-бэндов в сравнении с местными видами рыб немного ниже или такие же высокие, а показатели генетической дифференциации весьма высоки даже для речных рыб, что свидетельствует о высокой структурированности и консерватизме популяционно-генетической структуры. Межпопуляционная дифференциация по генетическим маркерам в отличие от других видов рыб не выражена. Исследованные авторами популяции имеют один источник инвазии [Жигилева, Куликова, с. 84].

В попытке сравнить изменения генетический структуры ротана и предсказанием теоретических моделей исследователи сталкиваются с серьезной проблемой [Правдин с. 155-157]. Определить, из каких популяций произошло заселение ротаном Европы, практически невозможно. Можно лишь предположить, что исходные популяции имеют общий паттерн белковых полиморфизмов.

Наблюдаемое в исследовании А.С. Голубцова с соавторами [Golubtsov, Ilyin, Mina, p. 271] увеличение генетических различий между популяциями ротана в колонизированных регионах согласуется как с нейтральными моделями, так и с теорией генетической революции. На первый взгляд отсутствие редких аллелей в европейских популяциях полностью согласуется с предсказаниями нейтральных моделей, но, по-видимому, некоторые аллели, редкие в местном ареале, прошли естественный отбор в колонизированных регионах и, таким образом, перестали быть редкими. Доказательства этого наблюдаются в динамике частоты аллеля H локуса Sod в популяциях ротана. Авторы подчеркивают, что в регионах интродукции уменьшилось только общее число аллелей, но не количество аллелей, обнаруженных в данной популяции. Таким образом, что касается изменений в аллельном составе, то рассматриваемый случай вряд ли можно рассматривать как хорошую иллюстрацию нейтральных предположений. Вопрос о том, существует ли фактор, компенсирующий действие генетического дрейфа, остается актуальным [Golubtsov, Ilyin, Mina, p. 272].

В работе китайских авторов рассматриваются последовательности гена Cyt

1. b. Было выявлено высокое разнообразие гаплотипов и низкое разнообразие нуклеотидов среди пяти популяций P. glenii. Генетическое структурирование среди выборочных популяций было значительным [Mitochondrial Genetic Diversity…, p. 1537].

Генетический полиморфизм был также исследован Дж. Грабовской с соавторами. Участок гена Cyt b длиной 1172 п. н. был секвенирован у 261 особи ротана-головешки, собранных из различных водоемов Беларуси, Болгарии, Венгрии, Германии, Латвии, Литвы, Польши, России (Европейская часть) и Украины. Авторы получили 267 последовательностей, так как шесть из секвенированных рыб выявили двойные последовательности Cyt b. В результате набор данных содержал 255 последовательностей с 45 переменными сайтами и без инделей. Разнообразие нуклеотидов на сайт (Pi) составило 0,007 (SD: 0,001), в то время как среднее число различий нуклеотидов (k) составило 7,9. Количество гаплотипов (h), определенных в наборе данных, составило 22 при разнообразии гаплотипов (Hd) 0,685 (SD: 0,018) [First insights…, p. 93].

Довольно много исследователей для генетического полиморфизма используют ген Cyt b в качестве молекулярного маркера. Данный ген используют из-за его высоковариабельных доменов. Благодаря этого, Cyt b идеально подходит для генетической дискриминации между особями даже в одной популяции [The genetic variability…, p. 12].

Исследования W. Xu c соавторами проливает свет на эволюционную историю Perccottus glenii в его основном ареале в Северо-Восточной Азии. Анализ авторов позволил выявить три основные клады (клады A, B и C) в пределах P. glenii, и, по оценкам, расколы этих кладов произошли в конце раннего–начале среднего плейстоцена и, вероятно, были вызваны плейстоценовыми ледниковыми циклами. Нынешнее совместное распределение клад А и клад В в бассейнах рек Ляохэ и Амур, вероятно, отражает викарианство, следующее за историческими связями через два события захвата рек между двумя речными бассейнами в конце среднего–начале позднего плейстоцена.

Эти результаты предоставили информацию о генетическом происхождении P. glenii в его естественных местообитаниях для стратегии управления P. glenii в бассейнах рек Восточной и Центральной Европы, где он хорошо известен как инвазивная рыба [Phylogeographical Analysis of…, p. 678].

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1.      МАТЕРИАЛ

 

Ротан был отловлен на удочку в июле-августе 2019 года (р. Тобол и оз. Ипкуль) и марте-мае 2022 года (оз. Березово и оз. Малое Плоское). Выборку составили 70 особей: 20 особей были выловлены в р. Тобол; 20 особей из оз. Ипкуль; 10 особей из оз. Березово; 20 особей из оз. Малое Плоское (Таблица 1). Материал 2019 г. был предоставлен Бойченко Константином Анатольевичем.

 

Таблица 1

Места отлова Perccottus glenii

 

№	Место отлова	Географические координаты	Год	Объем выборки
1	Река      Тобол      вблизи      села              Ярково (Тюменская обл.)	57°24'N 67°05'E	2019	20
2	Озеро Ипкуль Нижнетавдинского района (Тюменская обл.)	57°22'N 66°07'E	2019	20
3	Озеро     Березово    Белозерского               района (Курганская обл.)	55°22'N 65°18'E	2022	10
4	Озеро Малое Плоское Кызылжарского района (Северо-Казахстанская обл., Казахстан)	54°44'N 69°32'E	2022	20
Всего				70

 

Место отлова в с. Ярково производилось из р. Тобол, который является левым притоком р. Иртыш и протекает на территории России и Казахстана. Оз. Ипкуль связано каналом с оз. Кучак и впадает в р. Иска. Оз. Березово впадает в р. Уй. Оз. Малое Плоское впадает в р. Ишим. Все места отлова входят в Обь- Иртышский бассейн и находятся на Западно-Сибирской равнине (рис. 2).

 

Рис. 2. Карта мест вылова Perccottus glenii: 1– р. Тобол Тюменская область, Ярковский район, 2        – оз. Ипкуль Тюменская область, Нижнетавдинский район, 3 – оз. Березово Курганская область, Белозерский район, 4 – оз. Малое Плоское Северо-Казахстанская область, Кызылжарский район.

 

Возраст рыб определяли по чешуе по методике И. Ф. Правдина. Чешуя бралась с середины тела под передней частью спинного плавника и подсчитывалось количество годовых колец. Годовые кольца определялись по полосам широких и узких склеритов, которые образовывались в течение одного года. Пол и половозрелость определяли по гонадам. Неполовозрелые особи (ювенальная стадия) имели плохо развитые половые железы, которые плотно прилегали к внутренней стороне тела [Правдин, с. 99, 168]

Для получения образцов выделяли ткань из спинной части мышц ротана. Ткань получали при помощи медицинского скальпеля путем небольшого разреза в спинной области. Хранение осуществляется фиксацией образцов тканей в 70% этаноле.

 

2.2.      МЕТОДЫ ГЕНЕТИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЙ

В качестве материала для выделения ДНК использовались мышечные волокна ротана. ДНК экстрагировали из ткани, фиксированной в 70 % этаноле, методом щелочного лизиса [Bender, Spierer, Hogness, p. 19-20]

Для изучения генетического полиморфизма ротана использовался метод ISSR-PCR (Inter Simple Sequence Repeat PCR). ISSR-PCR это метод, основанный на использование микросателлитных последовательностях в качестве праймеров в ПЦР для создания мультилокусных маркеров. Данный метод простой и быстрый, сочетает в себе большинство преимуществ трех анализов: микросателлитный анализ (SSR), полиморфизм длины амплифицированных фрагментов (AFLP) и случайная амплификация полиморфной ДНК (RAPD) [Pradeep, Sarla, Siddiq, p.9]. В данной работе использовалось 4 праймера: (AG)₈C (UBC-808), (AG)₈T (UBC-807), (AG)₈G (UBC-809), (TC)₈C (UBC-823). ПЦР-

протокол для данного метода представлен в таблице 2.

Амплификацию последовательностей проводилась в 25 мкл реакционной смеси, содержащей ПЦР буфер (0.01 M трис-НCl, 0.05 M KCl, 0.1 % тритон Х- 100), 4 мМ MgCl₂, 0.2 мМ каждого из dNTPs, 1 мкл раствора тотальной ДНК, 2.5 мМ праймера и 0.2 ед/мкл Taq-полимеразы. После приготовления реакционной смеси, ее вносили в пробирки по 24 мкл раствора. Затем в каждую пробирку внесли по 1 мкл образцов, перемешали на шейкере и центрифугировали несколько секунд. Пробирки устанавливали в амплификатор («Bio-Rad») с заданным температурным режимом: 94ºС – 7 мин, затем 94ºС – 30 с, 52ºС – 45 с, 72 ºС – 2 мин (40 циклов), 72 ºС – 7 мин [Жигилева, Пак, Усламина, с. 62-63].

Таблица 2

Протокол ISSR-PCR

 

Название реактива	Объем на 1 образец
H2O для ПЦР	16,25 мкл
X10 ПЦР-буфер	2,5 мкл
25 мМ MgCl2	1,5 мкл
8 мМ dNTP	2,5 мкл
25 мМ праймер	1 мкл
5 ед/мкл ДНК-полимераза	0,25 мкл

 

Анализ ПЦР продуктов осуществляли с помощью горизонтального электрофореза в 2% агарозном геле, окрашенном этидиум бромидом [Жигилева, Пак, Усламина, с. 57-58]. Электрофорез проводился при силе тока не более 100 мА, напряжение задавалось в зависимости от длины гелевой пластины из расчета 4-6 В/см. Также анализ продуктов ПЦР проводился в вертикальном электрофорезе в 7,5% полиакриламидном геле (ПААГ). Электрофорез проводился 2,5 часа при следующих условиях: 200 В при силе тока 100 мА.

Полученные электрофореграммы были расшифрованы. Сначала были составлены бинарные матрицы [Жигилёва, Пак, Усламина, с. 49]: (0) – полосы отсутствуют, аллель будет рассмотрен как рецессивный, (1) – видны полосы, аллель будет рассмотрен как доминантный.

Расчет стандартных популяционно-генетических характеристик проводился в программе POPGEN32 [Yeh, Yang, Boyle]. Для описания генетических структур использовались следующие характеристики: доля межпопуляционного генного разнообразия в общем разнообразии (G_ST), средний поток генов за поколение (N_m), индекс генетического сходства Нея (I_N), генетическая дистанция (D), усреднённое значение средней гетерозиготности в отдельных популяциях (H_S).

 

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

 

[Изъято 10 страниц]

ВЫВОДЫ

1. В четырех популяциях ротана, обитающего на юге Западной Сибири и Северном Казахстане, методом ISSR-PCR с четырьмя праймерами выявлено

54 локуса, 98% из которых проявляли внутри- или межпопуляционный полиморфизм.

2. В отдельных популяциях ротана доля полиморфных локусов варьировала от 44 до 72%, средняя гетерозиготность – в пределах 18–0.28.
3. Наиболее высокие показатели полиморфизма и генетического разнообразия выявлены у ротана из оз. Березовое (Курганская область), самые низкие показатели – из оз. Малое Плоское (Северный Казахстан).
4. Популяции ротана из р. Тобол и оз. Ипкуль практически не отличаются по частотам аллелей, имеют слабую генетическую дифференциацию (Gst = 0,073) и высокий уровень потока генов (Nm >4), что может свидетельствовать о недавнем расхождении группировок ротана из этих водоемов или происхождении одной популяции от другой.
5. Популяция ротана из оз. Березовое (Курганская область) имеет выраженные генетические различия в сравнении с другими популяциями, что может быть связано с удаленным и изолированным положением озера.
6. Ротан из оз. Малое Плоское (Северный Казахстан) имеет наибольшее генетическое расстояние и высокую генетическую дифференциацию (Gst = 0,251–0,318) от всех исследованных водоемов, что позволяет выдвинуть предположение о разных источниках инвазии ротана в Западной Сибири и Северном Казахстане.

 

БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК

1. Alyamkin G. V., Zhigileva O. N., Zhokhov A. E. Genetic variability of the Amur sleeper (Perccotus glenii) and their parasite, cestode (Nippotaenia mogurndae), outside the natural area of distribution // Inland Water Biology. 2022. №15(2). P. 179-188
2. Amiteye S. Basic concepts and methodologies of DNA markers systems in plant molecular breeding // Heliyon. №7(10). P. 1-20
3. Artemov , Zykova E. Yu. Invasive and potentially invasive plant species in State Nature Biosphere Reserves of the Altai republic (Russia) // Acta Biologica Sibirica. 2019. №5(4). Р. 73-82
4. Bender W., Spierer P., Hogness D. S. Chromosomal walking and jumping to isolate DNA from the Ace and rosy loci and the bithorax complex in Drosophila melanogaster / Journal of molecular 1983. №169. P. 17-33
5. DNA molecular markers in plant breeding: current status and recent advancements in genomic selection and genome editing / M. A. Nadeem, M.A. Nawaz, M. Q. Shahid, [et ] // Biotechnology & Biotechnological equipment. 2017. №32(2). P. 261-285
6. Economic and environmental threats of alien plant, animal, and microbe invasions

/ D. Pimentel, S. McNair, J. Janecka, [et al.] // Agriculture, Ecosystems and Environment. 2001. № 84. Р. 1-20

7. First insights into the molecular population structure and origins of the invasive Chinese sleeper, Perccottus glenii, in Europe / Grabowska, Y. Kvach, T. Rewicz [et al.] // NeoBiota. 2020. №57. P. 87-107
8. Genetic diversity in invasive populations of Lupinus polyphyllus and Heracleum sosnowskyi Manden. / E. S. Osipova, A. Y. Stepanova, D. V. Tereshonok, [et al.] // Biology. 2021. №10. Р. 1-16
9. Genetic stock structure of New Zealand fish and the use of genomics in fisheries management: an overview and outlook / Papa, T. Oosting, N. Valenza-Troubat, [et al.] // New Zealand Journal of Zoology. 2020. №48. P. 1-31
10. Golubtsov A. S., Ilyin I. I., Mina M. V. Polymorphisms at two enzyme loci (Sod and Odh) in populations of the Amur sleeper, Perccottus glenii (Pisces, Eleotrididae), from its native range and the colonized area: the effect of introduction on genetic variation // Journal of Zoological Systematics and Evolutionary 2009. №31(4). P. 269-279
11. Invasive predators and global biodiversity loss // T. S. Doherty, A. S. Glen, D. G. Nimmo, [et al.] // 2016. №113(40). Р. 11261-11265
12. Mitochondrial genetic diversity and population structure of the Amur Sleeper (Perccottus glenii) in Northeast China / P. Yang, Z. Hu, Y. Liu, G. Jin // Pakistan Journal of 2020. №52(4). P. 1531-1539
13. Phylogeographical analysis of a cold-temperate freshwater fish, the Amur Sleeper (Perccottus glenii) in the Amur and Liaohe River Basins of Northeast Asia / W. Xu, Yin, A. Chen, [et al.] // Zoological Science. 2014. №31(10). P. 671-679
14. Pradeep R., Sarla N., Siddiq E. A. Inter simple sequence repeat (ISSR) polymorphism and its application in plant dreeding // Euphytica. 2002. №128. P. 9-17
15. The genetic variability of the invasive Perccottus glenii from Siret River, using the cytochrome b gene / M. Luca, D. Urech, D. Nicuta, [et al.] // Annals of S.C.B. 2014. №19(1). P. 11-20
16. Yeh C., Yang R., Boyle T. POPGENE. Version 1.31 / University of Alberta and Centre for International Forestry Research. 1999
17. Адамова В. В., Снегин Э. А., Украинский П. А. Морфометрическая и генетическая изменчивость популяций моллюска-вселенца Xeropicta derbentina (Gastropoda, Pulmonata, Hygromiidae) // 2019. №29(3). С. 149-160
18. Алимов А., Богуцкая Н. Биологические инвазии в водных и наземных экосистемах. Москва: Товарищество научных изданий КМК, 436 с.
19. Антропогенное загрязнение биоты и концепция биоценотических кризисов: (К постановке проблемы) / Е. А. Шварц, Е. А. Белоновская, И.П. Второв, О. В. Морозова // Известия РАН. Серия географическая. № 5. С. 40-52
20. В сибирские леса прибыл новый инвазивный вредитель – союзный короед // AgroXXI.ru -                ООО                             «Издательство    Листерра».               URL: https://www.agroxxi.ru/zhurnal-agroxxi/novosti-nauki/v-sibirskie-lesa-pribyl- novyi-invazivnyi-vreditel-soyuznyi-koroed.html (дата обращения: 05.2021).
21. Глуховцев И.В., Дукравец Г.М. Морфометрическая характеристика ротана- головешки Perccottus glehni Dybowski (Eleotridae) из оз. Ханка // Вопросы ихтиологии. Т. 26, № 6. С. 1028-1030
22. ДНК-маркеры в растениеводстве / К. Р. Канукова, И. Х. Газаев, Л. К. Сабанчиева, [и др.] // Известия КБНЦ РАН. №6(92). С. 220-232
23. ДНК-маркеры в популяционно-генетических исследованиях животных / Г. Ю. Косовский, В. И. Глазко, И. И. Гапонова, Т. Т. Глазко // Кролиководство и звероводство. №4. С. 12-19
24. Дмитриев М. А. Осторожно, ротан // Рыбоводство и рыболовство. №1. C. 26-27
25. Евдокимов Е. Г., Малина Ю. И. Молекулярно-биологические методы в селекции животных // Многофункциональное адаптивное кормопроизводство. №27(75). C. 152-157
26. Емцев А. А., Берников К. А., Аколян Э. К. О расширении границ ареалов некотоорых видов животных в северной части Западной Сибири //Мир науки, культуры, образования. №6(37). С. 471-477
27. Жигилева О. Н., Куликова А. А. Особенности биологии и генетическая изменчивость ротана Perccottus glenii (Odontobutidae) в водоёмах Тюменской области // Вопросы ихтиологии. Т. 56, №1. С. 77-85
28. Жигилева О. Н., Пак И. В., Усламина И. М. Популяционно-генетический анализ: учебно-методическое пособие для студентов специальности 05.01 "Биоинженерия" и "Биоинформатика" очной формы обучения. Тюмень: Изд- во Тюменского гос. ун-та, 2016.78 с.
29. Зотова Н. Ю. Ротан-головешка // Биология. №40. С. 13-16
30. Кириленко Е. В., Шемонаев Е. В. Данные о морфологии и биологии ротана- головешки Perccottus glenii Dybowski, 1877 из озера Круглое Мордовской поймы Саратовского водохранилища // Изв. Самар. НЦ РАН. 2011. Т. 13, №1. С. 207-210

31. Кириленко Е.В., Шемонаев Е.В., Попов А. И. Питание ротана Perccottus glenii (Perciformes: Odontobutidae) в пойменных водоемах Саратовского водохранилища // Известия Самарского НЦ РАН. Т. 19, №5. С. 157-162
32. Корзун А. С. Формирование ареала ротана-головешки (Perccottus glehni Dybowski, 1877) в водоемах Западной Сибири // Эволюционная и популяционная экология (назад в будущее): материалы конференции молодых ученых, посвященной 90-летию со дня рождения академика С. С. Шварца. Екатеринбург: Гощицкий, С. 86-88
33. Корляков К. А., Нохрин Д. Ю. Тенденции возникновения инвазионного коридора Волга-Обь // Вестник Совета молодых ученых и специалистов Челябинской области. №2. С. 19-38
34. Кузменкин Д.В., Яныгина Л.В. Экологические факторы конхологической изменчивости живородки обыкновенной Viviparus viviparus (L., 1758) (Mollusca:Gastropoda) в Новосибирском водохранилище // Российский журнал биологических инвазий. №2. С. 63-73
35. Левых А. Ю., Усольцева Ю. А., Цаликова И. К. Изменчивость морфологических признаков в инвазивных популяциях ротана (Perccottus glenii Dybowski, 1877) в водоемах бассейна р. Ишим // Вестник ТюмГУ. Экология и природопользование. Т. 5, №1. С. 100 – 115
36. Лесковская Л.С., Красноперова А.И. Характеристика ротана (Perccottus glenii Dybowski, 1877) озера Амальбы // Мир инноваций. №1. С. 140- 143
37. Литвинов А. Г. Морфо-биологическая характеристика ротана-головешки из водоемов бассейна оз. Байкал и р. Амур // Биологические ресурсы и проблемы экологии Сибири. С. 129-130
38. Макарова Я. А., Соколова А. В. // Географические аспекты устойчивого развития регионов: III международная научно-практическая конференция, посвященная 50-летию геолого-географического факультета и кафедре геологии и географии. Гомель : ГГУ им. Ф. Скорины, 2019. С. 430-43

39. Нигматуллина Н. В., Кулуев А. Р., Кулуев Б. Р. Молекулярные маркеры, применяемые для определения генетического разнообразия и видоидентификации дикорастущих растений // Биомика. Т.10, №3. С. 290-318
40. Обухович И.И., Лебедев Н.А., Ризевский В.К. Морфометрическая характеристика ротана-головешки Perccottus glenii Dybowski, 1877 из мелиоративного канала бассейна р. Припять // Вестник Мозырского государственного педагогического университета им. И. П. Шамякина.

№ 1 (26). С. 23-29

41. Особенности оогенеза у половозрелых самок Perccottus glenii (Dubowski, 1877) и Pseudorasbora parva (temminck et schlegel,1848), обитающих в реке Лопатна / Н.И. Фулга, И.К. Тодераш, Д.Е. Булат, [и др.] // Экологический мониторинг и биоразнообразие. №1 (121). С. 132-136
42. Полиморфизм ДНК, генетическая оригинальность и идентификация популяций и ремонтно-маточных стад стерляди (Acipenser ruthenus) / Л. В. Комарова А. Р., Пелеева А. Р., Костицына Н. В., [и др.] // Вестник ПГУ. Биология. №1. С. 53-60
43. Поляков А.Д., Бузмаков Г.Т. Биология ротана в водоемах Кузбасса // Современные наукоемкие технологии. №5. С. 78-80
44. Правдин И.Ф. Руководство по изучению рыб (преимущественно пресноводных): под ред. П. А. Дрягина, В. В. Покровского. Москва: Пищевая промышленность, 376 с.
45. Распространение, биология и промысел ротана Perccottus glenii, Dybowski, 1877 в водных объектах Тюменской области / Лесковская Л. С., Таскаева К. Р., Петрачук Е. С., Янкова Н. В. // Мир инноваций. №3-4. С. 131-137
46. Решетников А.Н. Поедает ли ротан Perccottus glenii (Perciformes: Odontobutidae) икру рыб и амфибий? // Вопр. ихтиологии. 2008. Т. 48, № 3. С. 384-392
47. Решетников Ю. С. Атлас пресноводных рыб России. в 2-х т., т.1. Москва: Наука, 379 с.
48. Рубанова М.В., Евланов И.А. Сезонная динамика фауны паразитов вида- вселенца водоемов Поволжья ротана Perccottus glenii (Actinopterygii: Odontobutidae) // Изв. Самар. НЦ РАН. Т. 15, № 3(1). С. 532-536
49. Сабанеев Л.П. Охотничьи звери. Москва: Физкультура и спорт, 480 с.
50. Салменкова Е. А. Популяционно-генетические процессы при интродукции рыб // Генетика. Т. 44, № 7. С. 874-884.
51. Селезнёва М.В. Оценка современного экологического состояния Новосибирского водохранилища по структурно-функциональным показателям сообщества макрозообентоса: специальность 00.16 Экология: автореф. дис. канд. биол. наук. Новосибирск, 2005. 21 с.
52. Семенов Д.Ю. Данные о морфологии и биологии головешки-ротана Perccottus glenii Dybowski, 1877 (Perciformes, Eleotrididae) Куйбышевского водохранилища // Юг России: экология, развитие. №7. С. 88-93.
53. Скрябин А. Г. Характеристика популяций ротана — нового вида в фауне Байкала // Проблемы экологии Прибайкалья: тезисы докладов 3-й Всесоюзной научной конференции. Иркутск, С. 142.
54. Спановская В.Д., Савваитова К.А., Потапов Т.Л. Об изменчивости ротана (Perccottus glenii Dybowskii, Eleotridae) при акклиматизации // Вопр. ихтиологии. Т. 4, №33. С. 632-643.
55. Сулимова Г. Е. ДНК-маркеры в генетических исследованиях: типы маркеров, их свойства и области применения // Успехи современной биологии. Т. 124,№3. С. 260-271
56. Сусляев В. В., Решетникова С. Н., Интересова Е. А. Биология ротана Perccottus glenii Dybowskii, 1877 в водоемах южно-таежной зоны Западной Сибири // Вестник НГАУ. №1. С. 78-85.
57. Сухарева А. С., Кулуев Б. Р. ДНК-маркеры для генетического анализа сортов культурных растений // Биомика. Т. 10, №1. С. 69-84
58. Хлесткина Е. К. Молекулярные маркеры в генетических исследованиях и в селекции // Вавиловский журнал генетики и селекции. Т. 17, №4/2. С. 1044-1054
59. Чемагин А. А. Распространение ротана-головешки (Perccottus glenii Dybowskii, 1877) в пойменных озерах Нижнего Иртыша // Fundamental 2014. №11. С. 2656 – 2660.

 

ПРИЛОЖЕНИЕ 1-6

Приложение 1

Сравнение частот ISSR-бэндов ротана из оз. Ипкуль и р. Тобол

 

ISSR-бэнд	Частоты		Хи-квадрат	р
	оз. Ипкуль	р. Тобол
1	2	3	4	5
Р1-1	0.776*	1.000	4.561	0.033
Р1-2	0.225	0.333	0.555	0.458
Р1-3	0.776	0.764	0.008	0.930
Р1-4	1.000	1.000	0	1.000
Р1-5	0.368	0.529	0.995	0.318
Р1-6	0.194	0.184	0.007	0.935
Р2-1	0.612	0.422	1.371	0.241
Р2-2	0.500	0.473	0.027	0.867
Р2-3	0.258	0.292	0.056	0.811
Р2-4	1.000	1.000	0	1.000
Р2-5	0.522*	0.150	6.648	0.010
Р2-6	0.452*	0.764	3.843	0.049
Р2-7	1.000	1.000	0	1.000
Р2-8	0.500	0.528	0.031	0.860
Р2-9	1.000*	0.764	5.306	0.021
Р2-10	0.225	0.183	0.101	0.749
Р3-1	0.078	0	1.465	0.226
Р3-2	0.776	0.529	2.589	0.107
Р3-3	0.194	0.028	2.546	0.110
Р3-4	1.000	1.000	0	1.000
Р3-5	0.613*	0	16.278	0.0001
Р3-6	1.000	1.000	0	1.000
Р3-7	1.000	1.000	0	1.000
Р3-8	0.684*	0.150	10.999	0.001
Р3-9	0.452	0.529	0.221	0.638
Р3-10	0.776	0.529	2.589	0.108
Р3-11	0.452*	0.028	9.054	0.003

 

1	2	3	4	5
Р3-12	1.000	1.000	0	1.000
Р3-13	0.194	0	3.884	3.884
Р4-1	0.683*	0.292	5.789	0.016
Р4-1a	0.051	0.028	0.131	0.717
Р4-2	0.408	0.528	0.550	0.458
Р4-3	0.776	0.666	0.571	0.449
Р4-4	0.500	0.292	1.690	0.193
Р4-5	0.612*	1.000	8.756	0.003
Р4-6	1.000*	0.764	5.306	0.021
Р4-7	0.367	0.218	1.011	0.314
Р4-7a	0.025	0	0.461	0.496
Р4-8	0.329	0.333	0	0.978
Р4-8a	0.329	0.150	1.644	0.199
Р4-8b	0.292	0.183	0.619	0.431
Р4-9	0.683	0.591	0.348	0.555
Р4-10	0.552	0.528	0.022	0.881
Р4-11	0.408	0.591	1.274	0.258
Р4-11a	0	0.028	0.571	0.449
Р4-12	1.000	1.000	0	1.000

Примечания: * - различия между двух водоемов статически значимы (р < 0,05).

 

Приложение 2 Сравнение частот ISSR-бэндов ротана из оз. Плоское и оз. Березовое

ISSR-бэнд	Частоты		Хи-квадрат	р
	оз. Плоское	оз. Березовое
1	2	3	4	5
Р1-1	0.771	0.529	1.68	0.195
Р1-1а	0.111*	1.000	27.528	0
Р1-2	1.000*	0.529	10.56	0.001
Р1-2а	0.142	0.057	1.410	0.235
Р1-3	1.000*	0.667	10.56	0.001
Р1-3а	0	0.423	0	0
Р1-4	0.487*	1.000	4.967	0.026
Р1-4a	0*	1.000	37.000	0
Р1-5	0.541	0.667	0.395	0.529
Р1-5а	0	0.057	9.293	0.002
Р1-6	1.000	1.000	0.000	1.000
Р2-1	0.312*	1.000	11.622	0.001
Р2-2	1.000	1.000	0.000	1.000
Р2-3	1.000*	0.529	10.556	0.001
Р2-4	1.000	1.000	0.000	1.000
Р2-4а	0*	0.529	12.099	0.001
Р2-5	1.000*	0.255	18.623	0.000
Р2-6	1.000	1.000	0.000	1.000
Р2-7	0.603*	1.000	4.896	0.027
Р2-8	1.000*	0.183	21.034	0.000
Р2-9	1.000	1.000	0.000	1.000
Р2-10	1.000	1.000	0.000	1.000
Р3-1	0.312	0.529	1.217	0.270
Р3-2	0.487	0.255	1.361	0.243
Р3-3	1.000*	0.255	18.623	0.000
Р3-3a	0	0.423	0	0
Р3-4	0.351	0.667	2.454	0.117

 

1	2	3	4	5
Р3-5	1.000*	0.667	7.093	0.008
Р3-6	0.603	0.529	0.137	0.711
Р3-7	1.000*	0.529	10.556	0.001
Р3-8	1.000*	0.183	21.034	0.000
Р3-9	1.000*	0.183	21.034	0.000
Р3-10	1.000*	0.183	21.034	0.000
Р3-11	0.438	0.333	0.278	0.598
Р3-12	1.000*	0.667	7.093	0.008
Р3-13	0.351	0.183	0.821	0.365
Р4-1	0.142	0.118	0.029	0.864
Р4-1а	0	0	0.000	1.000
Р4-2	0.771	0.423	3.289	0.070
Р4-3	0.676	0.057	9.361	0.002
Р4-4	0.274	0.423	0.614	0.433
Р4-5	0.487	0.423	0.102	0.750
Р4-6	0.312	0.423	0.331	0.565
Р4-7	1.000*	0.423	13.469	0.000
Р4-7а	0	0	0.000	1.000
Р4-8	0.541	0.183	3.194	0.074
Р4-8а	0.173	0.057	0.696	0.404
Р4-8b	0.438	0.183	1.725	0.189
Р4-9	1.000*	0.423	13.469	0.000
Р4-10	1.000*	0.423	13.469	0.000
Р4-11	0.771	0.423	3.289	3.218
Р4-11а	0.082	0.057	0.056	0.813
Р4-12	1.000*	0.423	13.469	0.000

Примечания: * - различия между двух водоемов статически значимы (р <0,05).

 

Приложение 3 Сравнение частот ISSR-бэндов ротана из р. Тобол и оз. Плоское

ISSR-бэнд	Частоты		Хи-квадрат	р
	Тобол	Плоское
1	2	3	4	5
P1-1	1.000	0.771*	4.681	0.030
Р1-1а	0	0.111	2.128	0.144
Р1-2	0.333	1.000*	18.747	0
Р1-2а	0	0.142	2.749	0.097
Р1-3	0.764	1.000*	5.058	0.024
P1-3а	0	0	0	1.000
P1-4	1.000	0.487*	12.536	0
P1-4а	0	0	0	1.000
P1-5	0.529	0.541	0.006	0.939
P1-5а	0	0	0	1.000
P1-6	0.183	1.000*	25.736	0
P2-1	0.423	0.312	0.490	0.484
P2-2	0.473	1.000*	13.467	0
P2-3	0.293	1.000*	20.480	0
P2-4	1.000	1.000	0	1.000
P2-4а	0	0	0	1.000
P2-5	0.150	1.000*	27.528	0
P2-6	0.764	1.000*	5.058	0.024
P2-7	1.000	0.603*	8.986	0.003
P2-8	0.529	1.000*	11.622	0.001
P2-9	0.764	1.000*	5.058	0.024
P2-10	0.183	1.000*	25.736	0
P3-1	0	0.312*	6.681	0.010
P3-2	0.529	0.487	0.064	0.800
P3-3	0.028	1.000*	35.023	0
P3-4	1.000	0.351*	17.517	0
P3-5	0	1.000*	37.000	0
P3-6	1.000	0.603*	8.986	0.003

 

1	2	3	4	5
P3-7	1.000	1.000	0	1.000
P3-8	0.150	1.000*	27.528	0
P3-9	0.529	1.000*	11.622	0.001
P3-10	0.529	1.000*	11.622	0.001
P3-11	0.028	0.438*	8.546	0.003
P3-12	1.000	1.000	0	1.000
P3-13	0	0.351*	7.710	0.005
P4-1	0.293	0.142	1.253	0.263
P4-1а	0.028	0	0.543	0.461
P4-2	0.529	0.771	2.388	0.122
P4-3	0.667	0.676	0.003	0.954
P4-4	0.293	0.274	0.015	0.901
P4-5	1.000	0.487*	12.536	0
P4-6	0.764	0.312*	7.603	0.006
P4-7	0.218	1.000*	23.968	0
P4-7а	0	0	0	1.000
P4-8	0.333	0.541	1.620	0.203
P4-8a	0.150	0.173	0.035	0.851
P4-8b	0.183	0.438	2.779	0.095
P4-9	0.592	1.000*	9.679	0.002
P4-10	0.529	1.000*	11.622	0.001
P4-11	0.592	0.771	1.367	0.242
P4-11a	0.028	0.082	0.513	0.474
P4-12	1.000	1.000	0	1.000

Примечания: * - различия между двух водоемов статически значимы (р <0,05).

 

Приложение 4 Сравнение частот ISSR-бэндов ротана из р. Тобол и оз. Березовое

ISSR-бэнд	Частоты		Хи-квадрат	р
	Тобол	Березовое
1	2	3	4	5
Р1-1	1.000*	0.529	10.067	0.001
Р1-1а	0*	1.000	27.000	0
Р1-2	0.333	0.529	0.954	0.328
Р1-2а	0	0.057	1.049	0.306
Р1-3	0.764	0.667	0.291	0.589
P1-3а	0*	0.423	8.855	0.003
P1-4	1.000	1.000	0	1.000
P1-4а	0*	1.000	27.000	0
P1-5	0.529	0.667	0.468	0.494
P1-5а	0	0.057	1.049	0.306
P1-6	0.183*	1.000	16.127	0
Р2-1	0.423*	1.000	8.448	0.004
Р2-2	0.473*	1.000	7.313	0.007
P2-3	0.293	0.529	1.428	0.232
P2-4	1.000	1.000	0	1.000
P2-4а	0*	0.529	11.550	0.001
P2-5	0.150	0.255	0.434	0.510
P2-6	0.764	1.000	2.517	0.113
P2-7	1.000	1.000	0	1.000
P2-8	0.529	0.183	2.946	0.086
P2-9	0.764	1.000	2.517	0.113
P2-10	0.183*	1.000	16.127	0
P3-1	0*	0.529	11.550	0.001
P3-2	0.529	0.255	1.830	0.176
P3-3	0.028	0.255	3.312	0.069
P3-4	1.000*	0.667	6.750	0.009
P3-5	0*	0.667	15.428	0
P3-6	1.000*	0.529	10.067	0.001

 

1	2	3	4	5
P3-7	1.000*	0.529	10.067	0.001
P3-8	0.150	0.183	0.049	0.824
P3-9	0.529	0.183	2.946	0.086
P3-10	0.529	0.183	2.946	0.086
P3-11	0.028*	0.333	4.943	0.026
P3-12	1.000*	0.667	6.750	0.009
P3-13	0*	0.183	3.518	0.061
P4-1	0.293	0.118	1.021	0.312
P4-1а	0.028	0	0.258	0.611
P4-2	0.529	0.423	0.269	0.604
P4-3	0.667*	0.057	8.963	0.003
P4-4	0.293	0.423	0.453	0.501
P4-5	1.000*	0.423	12.869	0
P4-6	0.764	0.423	3.080	0.079
P4-7	0.218	0.423	1.226	0.268
P4-7а	0	0	0	1.000
P4-8	0.333	0.183	0.663	0.415
P4-8a	0.150	0.057	0.494	0.482
P4-8b	0.183	0.183	0	1.000
P4-9	0.592	0.423	0.690	0.406
P4-10	0.529	0.423	0.269	0.604
P4-11	0.592	0.423	0.690	0.406
P4-11a	0.028	0.057	0.139	0.709
P4-12	1.000*	0.423	12.869	0

Примечания: * - различия между двух водоемов статически значимы (р <0,05).

 

Приложение 5 Сравнение частот ISSR-бэндов ротана из оз. Ипкуль и оз. Плоское

ISSR-бэнд	Частоты		Хи-квадрат	р
	Ипкуль	Плоское
1	2	3	4	5
Р1-1	0.776	0.771	0.002	0.965
Р1-1а	0	0.111	2.357	0.125
Р1-2	0.225	1.000*	24.416	0
Р1-2а	0	0.142	3.042	0.081
Р1-3	0.776	1.000*	4.799	0.028
P1-3а	0	0	0	1.000
P1-4	1.000	0.487*	13.678	0
P1-4а	0	0	0	1.000
P1-5	0.367	0.541	0	0
P1-5а	0	0	0	1.000
P1-6	0.194	1.000*	26.116	0
P2-1	0.613	0.312	3.546	0.056
P2-2	0.500	1.000*	12.776	0
P2-3	0.258	1.000*	22.739	0
P2-4	1.000	1.000	0	1.000
P2-4а	0	0	0	1.000
P2-5	0.553	1.000*	11.026	0.001
P2-6	0.452	1.000*	14.471	0
P2-7	1.000	0.603*	9.855	0.002
P2-8	0.500	1.000*	12.776	0
P2-9	1.000	1.000	0	1.000
P2-10	0.225	1.000*	24.416	0
P3-1	0.078	0.312	3.432	0.064
P3-2	0.776	0.487	3.522	0.060
P3-3	0.194	1.000*	26.116	0
P3-4	1.000	0.351*	18.977	0
P3-5	0.613	1.000*	9.182	0.002
P3-6	1.000	0.603*	9.855	0.002

 

1	2	3	4	5
P3-7	1.000	1.000	0	1.000
P3-8	0.684	1.000*	7.171	0.007
P3-9	0.452	1.000*	14.471	0
P3-10	0.776	1.000*	4.799	0.028
P3-11	0.452	0.438	0.008	0.929
P3-12	1.000	1.000	0	1.000
P3-13	0.194	0.351	1.222	0.269
P4-1	0.684	0.142*	11.760	0.001
P4-1а	0.051	0	1.001	0.317
P4-2	0.408	0.771*	5.264	0.022
P4-3	0.776	0.676	0.499	0.480
P4-4	0.500	0.274	2.082	0.149
P4-5	0.613	0.487	0.622	0.430
P4-6	1.000	0.312*	20.708	0
P4-7	0.367	1.000*	17.785	0
P4-7а	0.025	0	0.487	0.485
P4-8	0.329	0.541	1.784	0.182
P4-8a	0.329	0.173	1.260	0.262
P4-8b	0.293	0.438	0.887	0.346
P4-9	0.684	1.000*	7.171	0.007
P4-10	0.553	1.000*	11.026	0.001
P4-11	0.408	0.771*	5.264	0.022
P4-11a	0	0.082	1.715	0.190
P4-12	1.000	1.000	0	1.000

Примечания: * - различия между двух водоемов статически значимы (р <0,05).

 

Приложение 6 Сравнение частот ISSR-бэндов ротана из оз. Ипкуль и оз. Березовое

ISSR-бэнд	Частоты		Хи-квадрат	р
	Ипкуль	Березовое
1	2	3	4	5
Р1-1	0.776	0.529	1.813	0.178
Р1-1а	0	1.000*	29.000	0
Р1-2	0.225	0.529	2.624	0.105
Р1-2а	0	0.057	1.164	0.280
Р1-3	0.776	0.667	0.391	0.532
P1-3а	0	0.423*	9.729	0.002
P1-4	1.000	1.000	0	1.000
P1-4а	0	1.000*	29.000	0
P1-5	0.367	0.667	2.235	0.135
P1-5а	0	0.057	1.164	0.280
P1-6	0.194	1.000*	16.343	0
P2-1	0.613	1.000*	4.756	0.029
P2-2	0.500	1.000*	6.868	0.009
P2-3	0.258	0.529	2.013	0.156
P2-4	1.000	1.000	0	1.000
P2-4а	0	0.529*	12.646	0
P2-5	0.553	0.255	2.221	0.136
P2-6	0.452	1.000*	7.922	0.005
P2-7	1.000	1.000	0	1.000
P2-8	0.500	0.183	2.587	0.108
P2-9	1.000	1.000	0	1.000
P2-10	0.225	1.000*	14.966	0
P3-1	0.078	0.529*	7.394	0.006
P3-2	0.776	0.255*	7.132	0.007
P3-3	0.194	0.255	0.137	0.711
P3-4	1.000	0.667*	7.436	0.006
P3-5	0.613	0.667	0.077	0.781
P3-6	1.000	0.529*	11.044	0.001

 

1	2	3	4	5
P3-7	1.000	0.529*	11.044	0.001
P3-8	0.684	0.183*	6.234	0.012
P3-9	0.452	0.183	1.926	0.165
P3-10	0.776	0.183*	9.036	0.003
P3-11	0.452	0.333	0.362	0.548
P3-12	1.000	0.667*	7.436	0.006
P3-13	0.194	0.183	0.004	0.948
P4-1	0.684	0.423*	7.947	0.005
P4-1а	0.051	0.423	0.479	0.489
P4-2	0.408	0.057	0.005	0.942
P4-3	0.776	0.423*	12.989	0
P4-4	0.500	0	0.149	0.700
P4-5	0.613	0.423	0.907	0.341
P4-6	1.000	0.423*	14.068	0
P4-7	0.367	0.423	0.080	0.778
P-7а	0.025	0	0.232	0.630
P4-8	0.329	0.183	0.648	0.421
P4-8a	0.329	0.057	2.484	0.115
P4-8b	0.293	0.183	0.387	0.534
P4-9	0.684	0.423	1.767	0.184
P4-10	0.553	0.423	0.421	0.516
P4-11	0.408	0.423	0.005	0.942
P4-11a	0	0.057	1.164	0.280
P4-12	1.000	0.423*	14.068	0

Примечания: * - различия между двух водоемов статически значимы (р <0,05).

Скачать дипломную работу можно ниже совершенно бесплатно